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Revitalisierte, aviäre Xenografts als Zukunft des Sehnengraftings
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Autoren
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Simon Thoennes
- Trauma and Reconstructive Surgery, Heidelberg University Hospital, HTRG - Heidelberg Trauma Research Group, Heidelberg, Germany
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Peter Shelton
- Department of Orthopaedic Surgery, Wake Forest School of Medicine, Winston-Salem, United States
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Mark Van Dyke
- Virginia Tech , Wake Forest School of Biomedical Engineering and Sciences, Virginia Polytechnic Institute and State University, Blacksburg, United States
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Daniel Bracey
- Department of Orthopaedic Surgery, Wake Forest School of Medicine, Winston-Salem, United States
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Patrick Whitlock
- Department of Orthopaedic Surgery, Wake Forest School of Medicine, Winston-Salem, United States
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Thomas Smith
- Department of Orthopaedic Surgery, Wake Forest School of Medicine, Winston-Salem, United States
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Arash Moghaddam-Alvandi
- Trauma and Reconstructive Surgery, Heidelberg University Hospital, HTRG - Heidelberg Trauma Research Group, Heidelberg, Germany
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Christopher Tuohy
- Department of Orthopaedic Surgery, Wake Forest School of Medicine, Winston-Salem, United States
| Veröffentlicht: | 10. Oktober 2016 |
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Gliederung
Text
Fragestellung: Xenografts bieten aufgrund ubiquitärer Verfügbarkeit eine vielversprechende Option für Band- und Sehnenrekonstruktion.
Diese Studie untersucht, welche Besiedelungsmethode bei der Revitalisierung aviärer, dezellularisierter Xenografts effizient ist, ob die Grafts eine 3-D-Zellkultur erlauben und Zell-Graft-Interaktionen als Langzeiterfolg mit confocaler Lasermikroskopie nachweisbar sind.
Methodik: Aviäre FDP-Sehnen wurden dezellularisiert und auf die entstandenen Xenografts eine Suspension von 2x106 GFP-exprimierenden NIH 3T3 Fibroblasten durch Pipettieren bzw. Zentrifugation im Tube (10 Minuten en bloc vs. 5x2 Minuten mit Resuspensionen der Zellen) aufgebracht. Die Analysen von DNA-Gehalt sowie Zelllebendigkeit (MTS-Assay) erfolgten nach 24 Stunden bzw. 10 Tagen 3-D-Kultur. Zusätzlich wurden histologische Schnitte mit H&E- oder Immunfluoreszenzfärbung angefertigt. Als Kontrolle dienten native FDP-Sehnen sowie unbesiedelte Grafts. Für statistische Analysen wurden ANOVA mit Bonferroni post-hoc-Tests und Studentische t-Tests mit p<0,05 benutzt.
Ergebnisse und Schlussfolgerung: Verglichen mit unbesiedelten Grafts zeigten alle besiedelten Gruppen eine signifikante DNA-Zunahme durch lebendige Zellen nach 24h Kultur, ohne signifikanten Unterschied zwischen Zentrifugation und Pipettieren. 10 Tage Zellkultur führten zu einem signifikanten Anstieg des DNA-Gehalts in allen Gruppen, resultierend in einem Zellgehalt (verglichen zu 1,83±0.14x104 Zellen/mg Nativsehne) von 14,72% mit Pipettieren, 9,42% mit 5x2 Minuten Zentrifugation bzw. 13,52% mit 1x10 Minuten Zentrifugation (Tabelle 1 [Tab. 1]).
Histologisch zeigte sich die Ausbildung eines Monolayers von Zellen (DAPI und GFP positiv) an der Graftoberfläche, assoziiert mit spärlicher Evidenz von Zellinfiltration des Grafts. Die Immunfluoreszenz (positiv auf Actin und Vinculin) wies auf Ausbildung von Fokaladhäsionen hin Abbildung 1 [Abb. 1].
Die Revitalisierung aviärer Xenografts und anschließende 3-D-Zellkultur ist erfolgreich möglich. Bei der Zentrifugation sollte jedoch auf eine Resuspendierung des Zellpellets verzichtet werden. Von großem Potenzial ist der Einsatz confocaler Lasermikroskopie, denn sie ermöglicht Einblicke in die Ultrastruktur von Graftmaterial sowie Zell-Graft-Interaktionen. Dies könnte in einer zukünftigen, quantifizierenden Analyse neue Erkenntnisse über das Ausmaß von Wechselwirkung zwischen Zellen und Graftmaterial erbringen. So stellen Xenografts nicht nur eine Option im Sehnenersatz dar, sondern liefern auch neue Erkenntnisse beim Verständnis grundlegender Herausforderungen des Tissue Engineerings von Sehnen- und Bandmaterial.
