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Einleitung: Die Steuerung genetisch modifizierter Muskelzellen mit Licht konnte bereits an Herzmuskelzellen gezeigt werden. Hier wird die Anwendung am Skelettmuskel untersucht. Grundlage bildet Kanalrhodopsin2 (ChR2), ein lichtgeschalteter Kationenkanal der Grünalge. Zellen die ChR2 exprimieren, können so durch Beleuchtung mit blauem Licht (475 nm) depolarisiert werden. In Muskelzellen kann diese lichtinduzierte Depolarisation Aktionspotentiale initiieren und führt so zur Kontraktion ähnlich der elektrischen Stimulation. Die optogenetische Stimulation kann zellspezifisch mit sehr hoher räumlicher Auflösung durchgeführt werden.

Methode: Optogenetische Stimulation von Skelettmuskeln an transgenen Mäusen. Lichtinduzierte Kontraktion wurde in einzelnen Fibrillen und im intakten Muskel gezeigt. Optische und elektrische Stimulation wurden hinsichtlich ihrer Effektivität für Einzelzuckungen und Tetanuskontraktionen verglichen.

Ergebnisse: 1ms lange Beleuchtungen genügten, um in einzelnen Muskelfibrillen Kontraktionen auszulösen. Im intakten Soleusmuskel konnte die Kraft dieser Einzelzuckungen durch Erhöhung der Lichtintensität und Verlängerung der Beleuchtungszeit vergrößert werden. Am effektivsten waren hier lange Beleuchtungspulse mit 0,35 mW/mm², die eine Kraft von 53.2±2.4 mN (n=5) hervorriefen. 10 ms lange Beleuchtungsimpulse mit einer Frequenz von 40 Hz riefen mit 91.7±9.4 mN (n=5) die größte durchschnittliche Kraft während Tetanuskontraktionen hervor (86±2% der maximalen elektrischen Stimulation).

Fazit: Die optogenetische Stimulation bildet die Grundlage zur Wiederherstellung von Skelettmuskelfunktionen bei Erkrankungen der innervierenden Nerven, z. B. bei Paralyse des Nervus laryngeus recurrens. Die hohe räumliche Auflösung und die mögliche zellspezifische Stimulation bieten Vorteile gegenüber der elektrischen Stimulation.

Der Erstautor gibt keinen Interessenkonflikt an.