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Nach Angaben der Weltgesundheitsorganisation (WHO) leiden weltweit etwa 466 Millionen Menschen an einem behandlungsbedürftigen Hörverlust. Der Hörverlust ist hauptsächlich auf eine Schädigung der Hörschnecke zurückzuführen, die durch Krankheit, Lärm oder Alter verursacht wird, und für die es bisher keine Heilung gibt. Das Gehör kann teilweise durch Hörgeräte wiederhergestellt werden, die im Wesentlichen eine verstärkte Version des Schalls an die verbleibenden Sinneshaarzellen der Cochlea weitergeben; das Hauptproblem bei dieser Technologie ist, dass sowohl Sprache als auch Hintergrundgeräusche verstärkt werden. Schwersthörige Menschen profitieren mehr von Cochlea-Implantaten, die dysfunktionale oder verlorene Haarzellen überspringen und den Hörnerv direkt stimulieren. Die heutigen Cochlea-Implantate sind die bisher erfolgreichsten Neuroprothesen. Das erste Gerät wurde in den 1980er Jahren von der US-amerikanischen Arzneimittelbehörde FDA zugelassen, und bis 2019 wurden weltweit fast 737.000 Geräte implantiert. Cochlea-Implantate machen sich die Frequenzkarte der Cochlea zunutze, indem sie die Neuronen an der Basis der Cochlea stimulieren, um die Wahrnehmung eines hohen Tons zu erzeugen, während die Stimulation an der Spitze der Cochlea als tiefer Ton wahrgenommen wird. Die Perilymphe hat eine mit einer Kochsalzlösung vergleichbare Leitfähigkeit, so dass sich der Strom von jeder Elektrode ausbreitet und eine breite Aktivierung der Neuronen über die Frequenzkarte der Cochlea bewirkt [1], [2], [3], [4]. Da die Frequenzselektivität der elektrischen Stimulation begrenzt ist, ist auch die Qualität des künstlichen Hörens begrenzt. Im Vordergrund steht dabei ein schlechtes Sprachverstehen im Störgeräusch [5]. Daher unternimmt das Feld umfassende Bemühungen in der Forschung und Entwicklung, um die durch elektrische Stimulation hervorgerufenen Aktivitätsmuster zu charakterisieren und die Frequenzselektivität zu verbessern [6], [7], [8], [9].

Die Idee den Hörnerv optogenetisch zu stimulieren entstand 2005, als erstmals gezeigt wurde, dass Nervenzellen, die sogenannte Kanalrhodopsine [10], [11] in ihrer Zellmembran einbauen, mit schwachen Lichtreizen zum Feuern von Aktionspotenzialen angeregt werden können [12]. Die deutschen Wissenschaftler Nagel, Hegemann und Bamberg hatten diese lichtempfindlichen Ionenkanäle in Algen entdeckt und nach genetisch vermittelter Ausbildung (Expression) in menschlichen Zellen licht-induzierte Ionenströme nachgewiesen [10], [11]. Dann begannen andere Forschergruppen, die Gene, die für solche lichtempfindlichen Ionenkanäle kodieren, mit Hilfe eines nicht-pathogenen viralen Vektors in Neuronen einzuschleusen. Das Ergebnis war, dass die Beleuchtung dieser genetisch veränderten Neuronen diese dazu veranlassen konnte, ihre spannungsgesteuerten Ionenkanäle zu öffnen und somit zu „feuern“, was es den Forschern ermöglichte, das Gehirn und das Verhalten lebender Tiere direkt zu beeinflussen. Seitdem hat sich die Optogenetik zu einem wichtigen Instrument in der neurowissenschaftlichen Forschung entwickelt und erste medizinische Anwendungen wie die optogenetische Wiederherstellung des Sehvermögens befinden sich in der klinischen Prüfung [13].

Unser Göttinger Team erforscht seit einigen Jahren, wie Schall in der Hörschnecke kodiert wird [14] und wie diese Kodierung bei Hörschäden gestört ist [15]. Im Göttinger InnenOhrLabor und Institut für Auditorische Neurowissenschaften wird zudem mit Hochdruck an neuen Ansätzen zur verbesserten Wiederherstellung des Hörens geforscht [5], [16], [17]. Parallel arbeiten wir an der Entwicklung der Genersatztherapie [18], [19], [20] und des optogenetischen Cochlea-Implantats [21], [22], [23], [24], [25].

Der Gedanke, dass die Stimulierung des Hörnervs mit Licht statt mit Elektrizität eine viel präzisere Kontrolle ermöglichen könnte, war bereits durch Claus-Peter Richter eingeführt worden, der die direkte optische Stimulation mit infrarotem Licht propagiert [26], [27], [28]. Da Licht räumlich gut begrenzt werden kann (siehe Abbildung 1 [Abb. 1] und [24]), wird für die optische Stimulation eine bessere Frequenzselektivität erwartet. Dies verspricht eine größere Zahl von unabhängigen Stimulationskanälen, Schallreize könnten in mehr Frequenzbänder aufgeteilt werden, was den Nutzern ein reichhaltigeres Klangerlebnis verschaffen würde. Die direkte optische Stimulation mit infrarotem Licht erforderte sehr hohe Pulsenergien (Schwelle 16–160 µJ, [26]). Zudem konnte die Methode von anderen Laboren bislang nicht reproduziert werden [29], [30], [31]. Wenn wir die Optogenetik nutzen würden, um die Zellen des Hörnervs lichtempfindlich zu machen, könnten wir den molekular definierten Aktuator für die Anwendung zur Wiederherstellung des Hörens optimieren und Licht geringerer Intensität verwenden (Schwelle abhängig vom Kanalrhodopsin, Methode zur viralen Transduktion sowie Nachweismethode: 0.5–6 µJ [21], [23], [32]).

Diese Idee war sehr attraktiv, aber wir sahen eine Reihe von Herausforderungen. Wir schlugen ein neuartiges Medizinprodukt vor, das mit einer neuartigen Gentherapie kombiniert werden sollte, die beide höchsten Sicherheitsstandards genügen müssen. Wir mussten die beste Lichtquelle für das optogenetische System finden und herausfinden, wie wir das Licht an die richtigen Stellen in der Cochlea übertragen können. Wir mussten das richtige Kanalrhodopsin für die Nervenzellen der Cochlea finden, was sich als eine der größten Schwierigkeiten erwiesen hat. Und wir mussten herausfinden, wie wir die Gene, die für diese Proteine kodieren, am besten an die richtigen Stellen in der Cochlea bringen können. Im Laufe der Jahre konnten wir diesen Ansatz vorantreiben, wobei die Förderung durch den Europäischen Forschungsrat, die Deutsche Forschungsgemeinschaft, das Land Niedersachsen, das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) und die Max-Planck-Gesellschaft von großer Bedeutung waren.

Unsere frühen Proof-of-Concept-Experimente an Mäusen haben beide „Standbeine“ der optogenetischen Stimulation untersucht. Die Suche nach dem für unsere Zwecke richtigen lichtempfindlichen Protein, dem Kanalrhodopsin, erwies sich als langwieriger Prozess. Viele frühe Versuche in der Optogenetik verwendeten Kanalrhodopsin-2 (ChR2), das als Reaktion auf blaues Licht einen Ionenkanal öffnet. Wir setzten es in einem Proof-of-Concept-Experiment an Mäusen ein, das zeigte, dass die optogenetische Stimulation der Hörbahn eine bessere Frequenzselektivität bot als die elektrische Stimulation [21]. Auf der Suche nach dem besten Kanalrhodopsin für unsere Zwecke haben wir eine ChR2-Variante namens Calcium-translozierendes Channelrhodopsin (CatCh) aus dem Labor von Ernst Bamberg, einem der weltweiten Pioniere der Optogenetik, getestet. Wir brachten CatCh mit Hilfe eines nichtpathogenen Virus als Vektor in die Cochlea-Neuronen von mongolischen Wüstenrennmäusen ein [22]. Anschließend trainierten wir die Mäuse, auf einen Hörreiz zu reagieren, indem wir ihnen beibrachten, einen bestimmten Bereich zu meiden, wenn sie einen Ton hörten. Dann wurde bei diesen Versuchstieren durch Verabreichung eines ototoxischen Medikaments eine Taubheit induziert und ein winziges optisches Cochlea-Implantat eingesetzt, um die lichtsensibilisierten Cochlea-Neuronen zu stimulieren. Die tauben Tiere reagierten auf diese Lichtstimulation genauso wie auf den akustischen Stimulus vor der Ertaubung [22].

Mittels CatCh wurde auch die Frequenzselektivität der optogenetischen Stimulation des Hörnervs in der Wüstenrennmaus überprüft, deren im Vergleich zur Maus größere Cochlea [33] der Mehrkanal-optischen Stimulation besser zugänglich ist. Im Vergleich zur monopolaren und bipolaren Stimulation mit elektrischen CIs fanden wir eine bessere Frequenzselektivität der optischen Stimulation mittels optischer Fasern [24] und µLEDs [25], [34]. Für die Vorhersage der in der Primaten-Cochlea möglichen Frequenzselektivität der optischen Stimulation haben wir bislang Modellrechnungen der Lichtausbreitung in der Hörschnecke eingesetzt [33], [35], die zuvor an der Wüstenrennmaus-Cochlea validiert wurden [24]. Die Modellierung der optischen Stimulation der humanen Cochlea legte eine höhere Frequenzselektivität der optischen Stimulation im Vergleich zur elektrischen Stimulation nahe [35]. Diese Studie untersuchte auch die Effekte von Abstrahlcharakteristik, Emitterabstand von den Nervenzellkörpern und cochleärer Fibrose.

Die Verwendung des blauen Kanalrhodopsins CatCh hat jedoch zwei Probleme: Erstens erfordert sie blaues Licht, das mit Phototoxizität verbunden ist. Wenn Licht, insbesondere energiereiches blaues Licht, direkt auf Zellen trifft, die sich normalerweise im Dunkeln des Körperinneren befinden, können diese Zellen geschädigt werden und schließlich absterben. Das andere Problem mit CatCh ist, dass es nach Licht-Aus nur langsam (>10 ms) abschaltet. Wenn CatCh bei Körpertemperatur durch Licht aktiviert wird, dauert es etwa ein Dutzend Millisekunden, bis es den Kanal schließt und für die nächste Aktivierung bereit ist. Eine derart langsame Kinetik unterstützt nicht das präzise Timing der Neuronenaktivierung, das für die Kodierung von Tönen erforderlich ist, die mehr als hundert Spikes pro Sekunde erfordern kann. Eine Sorge war, dass die Kinetik der Opsine unseren Ansatz infragestellt – selbst wenn wir eine spektrale Auflösung erreichen würden, würden wir an zeitlicher Auflösung verlieren. Für uns war dies eine starke Motivation, nach schnelleren Opsinen zu suchen, und zwar solchen, die auf rotes Licht reagieren.

Wir waren begeistert, als ein führender Optogenetik-Experte, Edward Boyden vom MIT, ein schneller reagierendes Opsin entdeckte, das sein Team Chronos nannte [36]. Chronos war das bisher schnellste Kanalrhodopsin, das bei Raumtemperatur etwa 3,6 Millisekunden zum Schließen benötigte. Wir konnten dann zeigen, dass es sich bei der wärmeren Temperatur des Körpers innerhalb von etwa 1 ms schloss [37]. Es bedurfte jedoch einiger zusätzlicher molekularer „Tricks“, um Chronos in der Cochlea zum Laufen zu bringen: Wir mussten leistungsstarke virale Vektoren und bestimmte genetische Sequenzen verwenden, um den „Einbau“ des Chronos-Proteins in die Zellmembran der Spiralganglionneuronen zu verbessern. Mit diesem Ansatz reagierten sowohl einzelne Neuronen als auch die neuronale Population robust und mit guter zeitlicher Präzision auf optische Stimulationen mit höheren Frequenzen von bis zu etwa 250 Hz. Chronos ermöglichte es uns also, nahezu natürliche neuronale Feuerraten hervorzurufen, was darauf hindeutet, dass wir sowohl eine hohe Frequenz- als auch eine Zeitauflösung erreichen können. Das Team von Daniel Lee, Harvard University, zeigte zeitgleich die Wirksamkeit von Chronos für die Stimulation des Hörnervs [38].

Nun mussten wir noch ein ultraschnelles Opsin finden, das mit Licht längerer Wellenlängen arbeitet. Wir haben uns mit Thomas Mager und Ernst Bamberg zusammengetan, um diese Herausforderung anzunehmen [23]. Ziel der Zusammenarbeit war Chrimson, ein Kanalrhodopsin, das erstmals von Boyden beschrieben wurde und am besten durch orangefarbenes Licht stimuliert wird [36]. Die ersten Ergebnisse unserer technischen Experimente mit Chrimson waren: schnelles Chrimson (f-Chrimson) und sehr schnelles Chrimson (vf-Chrimson). Erfreulicherweise konnten wir feststellen, dass f-Chrimson die Spiralganglionneuronen in die Lage versetzt, bis zu Stimulationsraten von etwa 200 Hz zuverlässig auf rotes Licht zu reagieren. Die Schließkinetik von vf-Chrimson ist sogar noch schneller, es wird aber in den Zellen weniger gut exprimiert als f-Chrimson. Möglicherweise deswegen hat vf-Chrimson bisher keinen messbaren Vorteil gegenüber f-Chrimson gezeigt, wenn es um die Stimulation von Spiralganglionneuronen mit höheren Raten geht [32]. Die kommt physiologisch beobachteten Feuerraten nahe, erreicht diese jedoch noch nicht.

Neben der Optimierung der Kanalrhodopsine muss auch der virale Gentransfer in die Spiralganglionneurone optimiert werden. Dabei wurden bislang verschiedene Varianten von nicht-pathogenen, rekombinant (in Zellkultur hergestellte) adeno-assoziierten Viren eingesetzt. Deren Oberflächenproteine (vergleichbar mit dem Spike-Protein von SARS-CoV2) und der verwendete Promotor, eine regulatorische DNA-Sequenz die zelltyp-spezifisch verwendet wird, definieren die Effizienz des Gentransfers in eine Wirtszellpopulation (hier die Spiralganglionneurone) und bedingen eine gewisse Wirtszellspezifität (vergleichbar mit einer Postleitzahl: also Spiralganglionneurone und nicht andere cochleäre Zelltypen). Initial injizierten wir das Virus, wie viele weitere Proof-of-Concept Studien zur cochleären Gentherapie, in die postnatale Cochlea [23], [32], [37], [39] oder gar die fetale Ohranlage [21], [40]. Insbesondere für das Tiermodell der Wüstenrennmaus haben wir auch die Virusinjektion in die Cochlea reifer Tiere studiert [22], [39]. Diese weist im Vergleich zur postnatalen Injektion eine geringere Effizienz auf [16], [34], [41]. Daher sind hier weitere Anstrengungen erforderlich, um die Kanalrhodopsine in möglichst vielen Spiralganglionneuronen „einzuschleusen“. Im Vordergrund steht dabei die AAV-Administration über Mikrokatheter und präzise Pumpen direkt in die Scala tympani.

Bei der Entwicklung des optischen Cochlea-Implantats als Medizinprodukt steht der optische Stimulator („optisches Modul“) im Vordergrund. Das Implantat muss klein genug sein, um in den begrenzten Raum der Cochlea zu passen, steif genug für die chirurgische Einführung, aber flexibel genug, um der Krümmung der Cochlea sanft zu folgen. Die Verkapselung muss biokompatibel, transparent und robust genug sein, um jahrzehntelang zu halten. Unsere Kooperationspartner Ulrich Schwarz und Patrick Ruther, damals Fraunhofer IAF, Freiburg, und Universität Freiburg, machten den Anfang und entwickelten die ersten Mikro-Licht emittierenden Dioden (µLEDs) für optische Cochlea-Implantate [42]. Wir fanden µLEDs sehr attraktiv, weil sie eine sehr ausgereifte kommerzielle Technologie mit guter Leistungseffizienz darstellen. Wir haben mehrere Experimente mit mikrogefertigten Dünnfilm-µLEDs durchgeführt und gezeigt, dass wir die Spiralganglionneurone entlang der tonotopen Achse optogenetisch stimulieren können [25], [34]. Aber µLEDs haben auch Nachteile. Zum einen ist es schwierig, eine flexible, transparente und dauerhafte hermetische Abdichtung um die implantierten µLEDs herum herzustellen. Außerdem strahlen die Galliumnitrid-µLEDs mit der höchsten Effizienz blaues Licht ab, womit wir wieder beim Problem der Phototoxizität wären. Deshalb haben wir auch Alternativen in Betracht gezogen.

Anstatt den Halbleiteremitter wie bei den µLEDs in die Cochlea einzubringen, wird bei dem alternativen Ansatz die Lichtquelle, z.B. eine Laserdiode, weiter entfernt in einem hermetisch abgeschlossenen Titangehäuse untergebracht. Anschließend wird das Licht über optische Fasern in die Cochlea und zu den lichtempfindlichen Neuronen geleitet. Die optischen Fasern müssen biokompatibel, haltbar und flexibel genug sein, um sich durch die Cochlea zu winden, was bei herkömmlichen Glasfasern schwierig sein kann. Es gibt interessante Forschungsarbeiten zu flexiblen Polymerfasern, die bessere mechanische Eigenschaften haben könnten, aber bisher kommen sie in Bezug auf die Effizienz der Lichtausbreitung nicht an Glas heran. Der faseroptische Ansatz könnte in Bezug auf die Effizienz Nachteile haben, da auf dem Weg von der Laserdiode zur Faser, auf dem Weg durch die Faser und auf dem Weg von der Faser zur Cochlea etwas Licht verloren geht. Der Ansatz scheint jedoch vielversprechend zu sein, da hier die optoelektronischen Komponenten sicher verkapselt werden können und das flexible Wellenleiterarray wahrscheinlich einfach eingesetzt werden kann.

Die Audioprozessoren, die mit den heutigen Cochlea-Implantaten arbeiten, können vermutlich für die optische Stimulation angepasst werden: hier muss das Signal in mehr Kanäle mit kleineren Frequenzbereichen aufgeteilt werden. Auch Telemetrie- und Implantat-Chip könnten den bestehenden Technologien ähneln. Aber die wirklich neuartigen Teile unseres Systems – der optische Stimulator und die Gentherapie, mit der die Kanalrhodopsine in die humane Cochlea eingebracht werden – müssen noch umfassend weiterentwickelt werden.

Es bleibt also noch viel zu tun, aber wir hoffen die erste klinische Studie noch in dieser Dekade zu starten. Wir hoffen, dass das optische Cochlea-Implantat Menschen in die Lage versetzen wird, individuelle Gesprächspartner im Umgebungsgeräusch zu verstehen und ihnen erlaubt, ein breites Klangspektrum wahrnehmen zu können.

Weiterführende Information zum Projekt finden Sie unter: https://www.auditory-neuroscience.uni-goettingen.de/hearing_the_light_DE.html oder erhalten Sie direkt vom Autor.

Tobias Moser ist Mitgründer der OptoGenTech GmbH die, gemeinsam mit ihren akademischen und privatwirtschaftlichen Partnern die wirtschaftliche Verwertung des optogenetischen Cochlea-Implantats anstrebt.

Die Arbeit zum optogenetischen Cochlea-Implantat wurde vom Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) im Rahmen des Göttinger Bernstein Fokus für Neurotechnologie, das Projekts Optial CI (13N13729), und den Photonik Inkubator, vom Europäischen Forschungsrat (ERC) im Rahmen des Forschungs- und Innovationsprogramms Horizont 2020 der Europäischen Union (Nr. 670759 – Advanced Grant „OptoHear“), von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) über das Leibniz-Programm (MO896/5) und vom Land Niedersachsen finanziert. Diese Arbeit wurde auch durch den Ernst-Jung-Preis für Medizin und durch die Fondation Pour l’Audition (FPA RD-2020-10) unterstützt.

Ich danke allen am Forschungsprojekt „optogenetisches Cochlea-Implantat“ beteiligten Wissenschaftlern für die exzellente Zusammenarbeit und Patricia Räke Kügler für die Durchsicht des Manuskripts.